NRR高引文章︱田英/王爱平教授团队阐明小胶质细胞性神经炎症是缺血性卒中潜在的治疗靶点

撰文︱张婉,孙榕

卒中是世界范围内威胁生命的主要疾病之一，其致残率和死亡率很高，给经济和社会带来了巨大负担。缺血性卒中是卒中最常见的类型，其病理生理机制复杂，包括小胶质细胞介导的神经炎症、氧化应激、兴奋毒性和血脑屏障(blood-brainbarrier，BBB）的破坏[1-3]。新进研究证实，小胶质细胞介导的炎症反应是缺血性卒中的重要病理生理机制[4,5]。源自巨噬细胞的小胶质细胞是重要的免疫细胞，在中枢神经系统（centralnervoussystem,CNS）的修复和再生中发挥关键作用。小胶质细胞是中枢神经系统的天然免疫细胞，是神经炎症的主要介质[6,7]，在激活状态下，可分泌促炎或抗炎作用的细胞因子，影响疾病的进程[8-10]。小胶质细胞是最早对卒中和其他脑损伤作出反应的细胞之一[11,12]。小胶质细胞相关的神经炎症在缺血性脑卒中的病理生理中起着重要作用。小胶质细胞的激活、极化及介导的炎症反应在缺血性脑卒中脑损伤的发生、发展和转归中起重要作用。然而，小胶质细胞性神经炎症在缺血性脑卒中发生发展过程的作用及机制，尚不清楚。

论文概要

2021年1月10日，南华大学衡阳医学院田英教授和王爱平副教授团队在NeuralRegenerationResearch上发表了题为“Microglia-associatedneuroinflammationisapotentialtherapeutictargetforischemicstroke”的文章，综述了小胶质细胞性炎症在缺血性脑卒中的作用和机理，更好地理解缺血性卒中与小胶质细胞的关系。张婉、田湉为论文共同第一作者，田英教授、王爱平副教授为论文共同通讯作者。在此综述中，讨论了小胶质细胞性神经炎症在缺血性脑卒中的作用及机制。进一步的机制研究表明，靶向小胶质细胞性的神经炎症，可能是缺血性脑卒中的潜在治疗策略。

结果分析与阐述

在20世纪20年代和30年代，PiodelRioHortega首先研究了小胶质细胞的特征，并描述了它们独特的形态学表型[13]。小胶质细胞是中枢神经系统中最丰富的常驻巨噬细胞群。在生理条件下，小胶质细胞处于静止状态。然而，静息小胶质细胞并非完全惰性，尽管没展示出其吞噬功能，但仍可以移动和胞饮，并分泌生长因子，滋养、支持和保护神经元的电生理功能，以维持中枢神经系统的稳态[14]。此外，小胶质细胞还可以通过突触间的联系动态监测突触功能。在中枢神经系统中，异常的突触传递或功能障碍可触发小胶质细胞作出反应。除了清除死细胞碎片，Wake等人还表明，神经胶质细胞也有助于维持正常的突触功能，修剪或清除受损或多余的突触。在缺血、感染和其他因素的刺激下，小胶质细胞可以在几分钟内被激活，然后增殖，迁移到病变部位，缩短其细胞体突起，并从分支变为圆形或阿米巴样形态。此时，激活的小胶质细胞增殖、吞噬并清除受损和死亡的神经元。在炎症的早期阶段，小胶质细胞发挥促炎型作用，这是典型的M1型，分泌多种炎症因子，促进疾病的进展。在急性炎症的后期，上述M1型小胶质细胞转化为抗炎(M2)型，分泌有助于神经保护的抗炎细胞因子。小胶质细胞作为大脑中的第一道防线，在维持大脑稳态中发挥着关键作用[15,16]。缺血事件发生后，随着脑血流减少，小胶质细胞发生形态学变化，为即将到来的免疫反应做准备。总之，小胶质细胞性神经炎症，在缺血性卒中中起着非常重要的作用。

小胶质细胞性神经炎症在缺血性卒中中发挥重要作用。一方面，在缺血性卒中中，小胶质细胞可引起促炎反应。神经炎症被认为是脑缺血导致的脑损伤的一个主要因素。神经炎症是对缺血性卒中的反应，通常以小胶质细胞激活和附带脑损伤为特征，并由强烈的炎症反应引起。小胶质细胞的过度活化会导致大量促炎因子的释放，这些促炎因子加剧了脑缺血再灌注损伤。因此，抑制小胶质细胞释放促炎因子可能是缓解缺血性卒中的主要策略。促炎性M1型小胶质细胞可通过增强吞噬作用杀死病原体并促进组织修复。然而，IL-6、IL-1β、IL-12、IL-23和TNF-α的过度释放以类似诱导型一氧化氮合酶和ROS等促炎因子的产生可导致炎症并加重脑损伤[17，18]。研究表明，由小胶质细胞介导的神经炎症反应，可能由刺激M1表型小胶质细胞产生促炎因子的物质触发。众所周知，LPS在小鼠中诱导炎性细胞因子反应。LPS通过丝裂原活化蛋白激酶途径诱导小胶质细胞活化，并增加促炎因子的表达。He等人发现，趋化因子配体2和趋化因子受体2介导小胶质细胞极化为M1表型，并促进中枢神经系统炎症期间炎症因子的释放[19]。事实上，炎症细胞因子，如IL-1β、IL-6和TNF-α在缺血性卒中小鼠中显著增加。在这些细胞因子中，TNF-α主要由小胶质细胞分泌，是导致缺血/缺氧损伤的重要因素。小胶质细胞可以刺激炎症细胞（如中性粒细胞）的活化，并促进炎症反应。Chen等人（2019）进一步证明，M1型小胶质细胞可在缺血性卒中后导致BBB破坏，其主要原因是这些细胞分泌了TNF-α，促进炎症反应[20]。因此，寻找一种有效的临床药物来阻断小胶质细胞相关的神经炎症可能会减少BBB的破坏，从而减轻缺血性卒中后的组织损伤。而另一方面，在缺血性卒中中，小胶质细胞也发挥抗炎作用。活化的小胶质细胞在中枢神经系统炎症环境中具有不同的作用。缺血性卒中后，活化的M2型小胶质细胞主要通过清除细胞碎片、减少局部炎症和释放大量营养因子来促进脑组织修复[21，22，23，24]。M2型小胶质细胞具有抗炎作用，可分泌抗炎介质和神经营养因子，如IL-10、IL-13、转化生长因子-β、脑源性神经营养因子、胶质神经营养因子等，以减少炎症反应，保护神经元，促进组织修复。Perego等人（2011年）表明，选择性活化的M2型小胶质细胞分泌多种抗炎因子，如IL-4、IL-10和转化生长因子-β，这对促进缺血性卒中的脑修复和神经元再生同样具有重要意义。有研究表明，腺苷5ʹ-单磷酸激活蛋白激酶（AMPK）是激活小胶质细胞M2型的主要分子开关[25]。合成或天然化合物激活AMPK通路可减少炎症损伤，促进小胶质细胞M2型极化[26,27,28]。还有研究称，小胶质细胞中NADPH氧化酶产生的ROS在缺血性卒中后神经元损伤中起重要作用。电压门控质子通道Hv1在小胶质细胞中选择性表达，是脑内NADPH氧化酶产生ROS所必需的。与野生型小鼠相比，缺乏Hv1的小鼠表现出减少的ROS产生，极化的小胶质细胞从M1表型转化为M2表型，这减缓了脑组织损伤[29]。这些研究表明，小胶质细胞可以减少缺血性卒中梗死区的炎症和组织损伤。因此，寻找一种诱导小胶质细胞向M2表型极化的方法，是治疗缺血性卒中的潜在新方法。

在缺血性卒中中，存在许多上游调节因子调控小胶质细胞相关神经炎症。小胶质细胞具有高度可塑性。小胶质细胞的极化和小胶质细胞相关神经炎症反应是动态变化的。在脑缺血早期，抑制小胶质细胞极化为M1型并促进其极化为M2型，以维持抗炎和促炎反应之间的平衡，是治疗缺血性卒中的潜在新策略。例如，转录因子的信号转导和转录激活因子（STAT）家族在细胞因子和免疫调节中发挥关键作用。STAT6可在IL-13和IL-4刺激后确立激活M2型小胶质细胞[30]。STAT3信号通路被认为是调节小胶质细胞表型并参与缺血性卒中中小胶质细胞相关炎症反应的重要途径[31]。STAT3信号通路的下调可抑制神经元死亡，并促进缺血性卒中中的小胶质细胞极化为M2型。sFasL通过磷酸化缺血卒中中的JAK2\/STAT3\/核因子-κB（NF-κB）途径激活小胶质细胞并促进M1型极化，而AG490（JAK2拮抗剂）不仅可以抑制STAT3/NF-εB磷酸化，还可抑制sFasL诱导的M1型极化及炎症。最近的研究表明，抑制SOCS1\/JAK2\/STAT3通路可以降低神经功能丧失和神经元细胞凋亡，因此可能成为缺血性卒中临床治疗的新靶点[32]。再例如，外泌体是将基于基因的药物递送至缺血皮层的有效工具。负载miR30d-5p的外泌体可以通过促进M2型小胶质细胞的极化来保护缺血和自噬介导的脑损伤。在卒中的急性期，使用过表达miR-30d-5p的脂肪干细胞的外泌体可通过抑制炎症反应减少脑损伤[33]。因此，携带mir-30d-5p的外泌体有可能通过促进M2小胶质细胞极化成为缺血性卒中的治疗策略。在缺血性卒中中，还存在A类清除剂受体(SR-A)和大麻素2受体，参与小胶质细胞相关神经炎症的调节。缺血性卒中后，SR-A受体通过激活NF-κB促进小胶质细胞M1表型极化。因而，M1小胶质细胞的数量迅速增加，炎症反应和脑损伤恶化。与对照小鼠相比，在SR-A敲除小鼠中，缺血组织中M1型小胶质细胞的数量减少，M2型小胶质细胞数量增加。[34]此外，IL-10是抑制炎症反应和抗原呈递的抗炎细胞因子。与正常小鼠相比，IL-10缺乏的小鼠具有更大和更严重的损伤，脑损伤后的预后更差。缺乏IL-10的小鼠M2小胶质细胞显著减少，表明IL-10促进M2极化和神经元恢复，并减少炎症反应。上述调节因子表明，小胶质细胞相关神经炎症是一个复杂的过程，涉及复杂的分子调控途径。因此，确定小胶质细胞相关神经炎症上游的关键靶点可能有助于更有效地治疗缺血性卒中。

缺血性卒中是一个复杂的过程，涉及多种因素、相互作用和靶点。因此，缺血性卒中的治疗也是一个涉及多个环节和靶点的复杂过程。在临床上，应用静脉溶栓和机械血栓切除术是治疗缺血性卒中的有效策略，然而，由于治疗时间窗狭窄，很少有患者可以接受静脉溶栓和机械血栓切除术。基于脑卒中后小胶质细胞激活的双重性质，我们可以选择性地开发新药并确定预防和治疗缺血性脑卒中的新靶点。例如，罗格列酮被认为通过促进小胶质细胞极化进入抗炎M2型来改善缺血诱导的白质损伤[35]。因此，促进小胶质细胞M2型极化可能是缺血性卒中的有效治疗策略。姜黄素抑制LPS和IFN-γ诱导的M1型极化，同时促进M2型极化并抑制小胶质细胞介导的促炎反应。因此，姜黄素可以维持M1\/M2表型平衡，并在缺血性卒中中发挥保护作用。据报道，在卒中大鼠大脑中动脉闭塞模型中，α-硫辛酸调节小胶质细胞M1\/M2型极化，降低促炎细胞因子表达，增加抗炎细胞因子水平，抑制NF-κB途径，从而发挥神经保护作用[36]。此外，组蛋白去乙酰化酶抑制剂丙戊酸和丁酸钠可以抑制小胶质细胞的激活，减少小胶质细胞数量，并抑制缺血脑中的其他炎症效应物[37]。M1型小胶质细胞产生基质金属肽酶-9，抑制该酶对缺血性卒中具有治疗潜力。最近的临床试验表明，二甲胺四环素改善NIH卒中评分的效果可以忽略不计。然而，尚不清楚二甲胺四环素如何调节小胶质细胞相关神经炎症。Ma等人的临床试验表明，慢性二甲双胍治疗抑制M1表型相关基因（CD32、IL-1b、CD16）的表达，并增强M2相关基因（CD206、Arg1）的表达[38]。这为缺血性卒中的治疗提供了新的途径。此外，一项研究报告称，甘氨酸抑制小胶质细胞M1型极化。甘氨酸是一种简单的非必需氨基酸，已知具有神经保护功能。甘氨酸是许多蛋白质的重要组成部分，也是一种主要的抑制性神经递质。甘氨酸与其受体结合，抑制缺血性卒中中的突触后神经元[39]。在缺血性卒中的病理生理学中，甘氨酸抑制第十染色体上缺失的磷酸酶和张力蛋白同源物（PTEN），后者激活蛋白激酶B并抑制NF-κBp65和缺氧诱导因子-1α，从而抑制缺血诱导的M1型小胶质细胞极化并发挥抗炎作用，从而间接减少缺血诱导的神经元死亡[40]。因此，甘氨酸治疗可以减少梗死体积，改善神经功能，减少缺血性卒中损伤中的神经元和小胶质细胞死亡。上述发现为缺血性卒中中靶向小胶质细胞相关神经炎症提供了新的治疗策略和方法。图1总结了小胶质细胞性神经炎症在缺血性卒中中的潜在治疗靶点。

图1小胶质细胞性神经炎症在缺血性卒中中的潜在治疗靶点

（图引自：WanZhang,etal.,NeuralRegenerationResearch,2021）

综上所诉，由小胶质细胞介导的炎症反应在缺血性卒中中起关键作用。小胶质细胞可以基于脑环境的细微变化迅速经历形态变化。M1型小胶质细胞与炎症反应增加相关，炎症反应通过增加促炎因子的释放而破坏BBB，从而加重缺血脑组织的损伤。反之，M2型小胶质细胞通过分泌抗炎和神经营养因子促进神经元修复和再生。因此，在缺血性卒中的不同阶段调节小胶质细胞极化将是通过减少神经炎症来治疗缺血性卒中的良好策略。然而，缺血性卒中后小胶质细胞的分类和调节极其复杂，需要更多的研究来进一步阐明其生理学功能和病理生理机制。这项综述对小胶质细胞性神经炎症机制的全面深入探讨，有助于为缺血性卒中的预防、治疗和预后提供新策略。

参考文献

[1]DirnaglU,IadecolaC,MoskowitzMA(1999)Pathobiologyofischaemicstroke::391-397.

[2]AllenCL,BayraktutanU(2009):461-470.

[3]GeorgePM,SteinbergGK(2015)Novelstroketherapeutics::297-309.

[4]BenarrochEE(2013)Microglia:Multiplerolesinsurveillance,circuitshaping,:1079-1088.

[5]GuruswamyR,ElAliA(2017)Complexrolesofmicroglialcellsinischemicstrokepathobiology::496.

[6]AmorS,WoodroofeMN(2014):287-291.

[7]SkaperSD,FacciL,GiustiP(2014)Neuroinflammation,microgliaandmastcellsinthepathophysiologyofneurocognitivedisorders::1654-1666.

[8]HerderV,IskandarCD,KeglerK,HansmannF,ElmarabetSA,KhanMA,KalkuhlA,DeschlU,BaumgärtnerW,UlrichR,BeinekeA(2015)Dynamicchangesofmicroglia/macrophagem1andm2polarizationintheiler’:712-723.

[9]XiaCY,ZhangS,GaoY,WangZZ,ChenNH(2015)Selectivem:377382.

[10]YuZ,SunD,FengJ,TanW,FangX,ZhaoM,ZhaoX,PuY,HuangA,XiangZ,CaoL,HeC(2015)MSX3switchesmicrog:6350-6365.

[11]StreitWJ,MrakRE,GriffinWS(2004)Microgliaandneuroinflammation::14.

[12]KawaboriM,YenariMA(2015):381-392.

[13]PenfieldW(1932):PBHoeber,Inc.

[14]EyoUB,DaileyME(2013)Microglia:keyelementsinneuraldevelopment,plasticity,:494-509.

[15]PerryVH,NicollJA,HolmesC(2010):193-201.

[16]XiaCY,ZhangS,GaoY,WangZZ,ChenNH(2015)Selectivem:377382.

[17]XiongXY,LiuL,YangQW(2016)Functionsandmechanismsofmicroglia/:23-44.

[18]VoetS,McGuireC,HagemeyerN,MartensA,SchroederA,WieghoferP,DaemsC,StaszewskiO,VandeWalleL,JordaoMJC,SzeM,VikkulaHK,DemeestereD,VanImschootG,ScottCL,HosteE,GonçalvesA,GuilliamsM,LippensS,LibertC,etal.(2018)A20criticallycontrolsmicro:2036.

[19]HeM,DongH,HuangY,LuS,ZhangS,QianY,JinW(2016)Astrocyte-derivedCCL2isas:859-870

[20]ChenAQ,FangZ,ChenXL,YangS,ZhouYF,MaoL,XiaYP,JinHJ,LiYN,YouMF,WangXX,LeiH,HeQW,HuB(2019)Microglia-derivedTNF-αmediatesothelialnecrop:487.

[21]HanischUK,KettenmannH(2007)Microglia:act:1387-1394.

[22]ThoredP,HeldmannU,Gomes-LealW,GislerR,DarsaliaV,TaneeraJ,NygrenJM,JacobsenSE,EkdahlCT,KokaiaZ,LindvallO(2009)Long-termaccumulationofmicrogliawithproneurogenicphenotypeconcomitan:835-849.

[23]KwonMJ,KimJ,ShinH,JeongSR,KangYM,ChoiJY,HwangDH,KimBG(2013)Contributionofmacrophagestoenhancedregenerati:15095-15108.

[24]MironVE,BoydA,ZhaoJW,YuenTJ,RuckhJM,ShadrachJL,vanWijngaardenP,WagersAJ,WilliamsA,FranklinRJM,Ffrench-ConstantC(2013)M2microgliaandmacro:1211-1218.

[25]MounierR,ThéretM,ArnoldL,CuvellierS,BultotL,GöranssonO,SanzN,FerryA,SakamotoK,ForetzM,ViolletB,ChazaudB(2013)AMPKα1regulatesmacrophageskewingatth:251-264.

[26]LuDY,TangCH,ChenYH,WeiIH(2010)Berberinesuppressesneuroinflammatoryresp:697-705.

[27]ZhouX,CaoY,AoG,HuL,LiuH,WuJ,WangX,JinM,ZhengS,ZhenX,AlkayedNJ,JiaJ,ChengJ(2014)CaMKKβ-depentactivationofAMP-activatedproteinkinaseisc:1741-1758.

[28]ZhuJ,CaoD,GuoC,LiuM,TaoY,ZhouJ,WangF,ZhaoY,WeiJ,ZhangY,FangW,LiY(2019)Berberinefacilitatesangiogenesisagainstischem:751-768.

[29]TianDS,LiCY,QinC,MuruganM,WuLJ,LiuJL(2016)Deficiencyinthevoltage-gatedprotonchannelHv1increasesM2polarizationofmic:96-105.

[30]KurodaE,HoV,RuschmannJ,AntignanoF,HamiltonM,RauhMJ,AntovA,FlavellRA,SlyLM,KrystalG(2009)SHIPrepressesthegenerationofI:3652-3660.

[31]QinH,YehWI,DeSarnoP,HoldbrooksAT,LiuY,MuldowneyMT,ReynoldsSL,YanagisawaLL,FoxTH3rd,ParkK,HarringtonLE,RamanC,BenvenisteEN(2012)Signaltransducerandactivatoroftranscription-3/suppressorofcytokinesignaling-3(STAT3/SOCS3):5004-5009.

[32]WangXL,QiaoCM,LiuJO,LiCY(2017b)InhibitionoftheSOCS1-JAK2-STAT3:85-98.

[33]JiangM,WangH,JinM,YangX,JiH,JiangY,ZhangH,WuF,WuG,LaiX,CaiL,HuR,XuL,LiL(2018b)ExosomesfrommiR-30d-5p-ADSCsreverseacuteischemicstrokeinduced,autophagy-mediatedbraininjurybypromotingM2microglial/:864-878.

[34]XuY,QianL,ZongG,MaK,ZhuX,ZhangH,LiN,YangQ,BaiH,BenJ,LiX,XuY,ChenQ(2012)ClassAscavengerreceptorpromotescerebralischemicinjurybypivotingmicroglia/:35-48.

[35]HanL,CaiW,MaoL,LiuJ,LiP,LeakRK,XuY,HuX,ChenJ(2015)Rosiglitazonepromoteswhitematterin:2628-2636.

[36]WangQ,LvC,SunY,HanX,WangS,MaoZ,XinY,ZhangB(2018)Th:42-53.

[37]KimHJ,RoweM,RenM,HongJS,ChenPS,ChuangDM(2007)Histonedeacetylaseinhibitorsexhibitanti-inflammatoryandneuroprotectiveeffectsinaratpermanentischemicmodelofstroke::892-901.

[38]MaY,WangJ,WangY,YangGY(2017):247-272.

[39]StephanJ,FriaufE(2014)FunctionalanalysisoftheinhibitoryneurotransmittertransportersGlyT1,GAT-1,:1992-2003.

[40]LiuR,LiaoXY,PanMX,TangJC,ChenSF,ZhangY,LuPX,LuLJ,ZouYY,QinXP,BuLH,WanQ(2019)GlycineexhibitsneuroprotectiveeffectsinischemicstrokeinratsthroughtheinhibitionofM1microglialpolarizationviatheNF-κBp65/Hif-1α:1704-1714.